Mgr Hanna Studnik



Promotor: Prof. Dr hab. Inż. Paweł Kafarski

Biodegradacja aminofosfonianów przez cyjanobakterie.

Słowa kluczowe: Ksenobiotyki fosforoorganiczne, biodegradacja, cyjanobakterie


Cele projektu

Podstawowym celem naukowym projektu jest określenie zakresu i sposobu oddziaływania wybranych aminofosfonianów o znaczeniu przemysłowym wobec cyjanobakterii. Dodatkowo, w przypadku zróżnicowanej wrażliwości badanych sinic, podjęte zostaną próby wyjaśnienia tego zjawiska w kontekście zdolności mikroorganizmów do biotransformacji i wykorzystania aminofosfonianów jako źródła przyswajalnego fosforu oraz określenie mechanizmów tych procesów.

Nazwą fosfoniany określa się grupę zróżnicowanych strukturalnie pochodnych kwasów fosfonowych. Ze względu na obecność bezpośredniego, kowalencyjnego połączenia pomiędzy atomem węgla i fosforu (C-P), o wysokiej energii dysocjacji, związki te są odporne na fotolizę i trwałe nawet w skrajnych warunkach odczynu środowiska oraz temperatury [1,2]. Oprócz dużej trwałości fosfoniany posiadają wysoka aktywność biologiczną [3-5]. Biogennie wytwarzane fosfoniany wchodzą m.in. w skład fosfolipidów i białek [6-10].

Znacznie liczniejszą grupę, spośród znanych współcześnie związków zawierających wiązanie fosfor-węgiel, stanowią te wytworzone drogą syntetyczną. Relatywnie niewielkie koszty produkcji, interesujące właściwości fizyko-chemiczne, a przede wszystkim różnorodna aktywność biologiczna sprawiły, że fosfoniany znalazły zastosowanie w wielu dziedzinach gospodarki. Aminofosfoniany posiadają zdolność wiązania jonów metali efektywniej, niż tradycyjnie stosowane kompleksony (np. EDTA) [11]. Ta cecha sprawia, że wykorzystuje się je na skalę przemysłową jako: środki przeciwkorozyjne, dodatki do detergentów, preparatów do usuwania kamienia kotłowego, jako czynniki chelatujące w procesach wydobycia ropy naftowej, odsalania wód morskich, wybielania. Dotychczasowa, tak intensywna eksploatacja fosfonianów stała się przyczyną wprowadzenia do środowiska setek tysięcy ton tych związków. Z powodu braku efektywnych metod przemysłowych utylizacji tych związków, zintensyfikowane zostały badania nad wykorzystaniem mikroorganizmów do degradacji fosfonianów [12-15]. Biorąc pod uwagę dane dotyczące rocznej produkcji i sprzedaży, a także zastosowania fosfonianów szacuje się, że tylko w skali Europy corocznie kilkadziesiąt tysięcy ton tych związków trafia do akwenów wodnych [16]. Cyjanobakterie uważane są za najważniejszych beneficjentów zwiększonej zawartości różnych form fosforu w wodach powierzchniowych, w których stają się przyczyną corocznych „zakwitów wód”, czyli masowego, niekontrolowanego rozwoju organizmów fototroficznych wchodzących w skład fitoplanktonu. Dotychczasowe wyniki eksperymentów prowadzonych w Katedrze Chemii Analitycznej i Ekologicznej Wydziału Chemii Uniwersytetu Opolskiego, wskazują na zróżnicowaną oraz zależną od gatunku wrażliwość cyjanobakterii wobec testowanych ksenobiotyków [17-18] oraz znaczny potencjał tych mikroorganizmów, w aspekcie biodegradacji pochodnych fosfonowych [19-20].


Planowane metody i narzędzia badawcze

Określenie wrażliwości wybranych sinic wobec najpowszechniej stosowanych aminofosfonianów zostanie zweryfikowane poprzez rejestrację: dynamiki rozwoju oraz zmian w liczebności populacji, a także w aktywności metabolicznej mikroorganizmów podczas obecności testowanych ksenobiotyków w środowisku życia.

Szczepy wykazujące największą tolerancję wobec testowanych ksenobiotyków poddane zostaną eksperymentom, których celem będzie sprawdzenie możliwości biotransformacji oraz utylizacji tych substancji. Podstawową metoda analityczną będzie spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego; techniki in vivo oraz ex vivo 31P NMR. Ponadto ubytek testowanych ksenobiotyków fosfonowych sprawdzany będzie metodami chromatograficznymi (HPLC, GC). Badanie molekularnego przebiegu procesów biotransformacji dokonywane będzie przy użyciu klasycznych technik biochemicznych

Wpływ realizacji projektu na wzrost innowacyjności gospodarki regionu poprzez zintensyfikowanie powiązań między nauką i przemysłem, w tym określenie możliwości zastosowania wyników badań w konkretnym sektorze bądź przedsiębiorstwie

W ostatnich latach niepokojąco wzrosła liczba wyników badań, wskazujących na bezpośrednią toksyczność ksenobiotyków fosfonoorganicznych w stosunku do organizmów zamieszkujących ekosystemy wodne. Równocześnie pojawiły się informacje wiążące eutrofizację zbiorników wodnych, a szczególne nadmierny, niekontrolowany rozwój cyjanobakterii, z obecnością przyswajalnych form fosforu. Z powodu corocznych zakwitów sinicowych skutkujących skażeniem mikrobiologicznym (cyjanotoksyny) rośnie liczba akwenów wodnych wykluczonych z zasobów wody pitnej i zdatnych do zagospodarowania rybackiego oraz turystycznego. Problem ten dotyczy również największego zbiornika wodnego Opolszczyzny – Jeziora Turawskiego oraz przepływającej przez ten akwen rzeki - Małej Panwi.

Bujny rozwój cyjanobakterii w ekosystemach, do których trafiają pozostałości ksenobiotyków fosfonoorganicznych, sugeruje sprawny metabolizm różnorodnych form fosforu, przez te organizmy, a tym samym ich potencjał do biotransformacji i mineralizacji organicznych połączeń tego pierwiastka. Wyjaśnienie tego fenomenu może dostarczyć informacji, dzięki którym możliwe stanie się skuteczne ograniczenie zakwitów sinicowych. Ponadto, metaboliczne zdolności cyjanobakterii do transformowania organicznych połączeń fosforu, stanowić mogą interesującą alternatywę wobec chemicznej modyfikacji tego typu struktur, jak również nowy sposób utylizacji ksenobiotyków fosfonoorganicznych. Dodatkowym atutem wykorzystania do detoksykacji wód z połączeń fosfonowych nie produkujących toksyn cyjanobakterii, jest możliwość ponownego zagospodarowania powstającej cennej biomasy mikroorganizmów, np. jako naturalne nawozy. O słuszności podjętej tematyki badań przemawia fakt zainteresowania wynikami naszych prac firmy Zschimmer & Schwarz Mohsdorf GmbH & Co KG, Burgstädt (Niemcy), znaczącego europejskiego producenta związków fosfonowych. Wyraźna chęć podjęcia współpracy z producentem tego typu preparatów wskazuje na realną możliwość wdrążenia rezultatów naszych badań.

Literatura

  1. Mizeenhagen A., Angst C., Peter H. H. J. Antibiot. (Tokyo) 1995, 48, 1043-1045

  2. Fields S.C. Tetrahedron 1999, 55, 12237–1227

  3. Horiguchi M., Kandatsu M. Nature 1959, 184, 901-902

  4. Hard K., Van Doorn J. M., Thomas- Oates J.E, Kamerling J.P., Van der Horst D.J. Biochemistry 1993, 32, 766-775

  5. Kittredge J. S., Roberts E. Science 1969, 164, 37-42

  6. Wassef M. K., Hendrix J.W. Biochim. Biophys. Acta, 1976, 486, 172-178

  7. Hasegawa S., Tamari M., Kametaka M. J. Biochem. 1976, 80, 531-535

  8. Moller S., Pfikler S.,Einax J.W. Microbiochem. J. 2010, 96, 296-300

  9. Klimek M., Obojska A., Lejczak B. Biotechnologia 2004, 1(64), 68-84

  10. Kononova S.V., Nesmeyanova N.A. Biochemistry 2002, 67, No.2, 184-195

  11. Obojska A., Lejczak B. App. Microbiol. Biotech. 2003, 63, 557-563

  12. Bujacz B., Wieczorek P., Krzyśko-Lupicka T., Gołąb Z., Lejczak B., Kafarski P. App. Environ. Microbiol.1995, 61, 2905- 2910

  13. Dane przekazane przez zainteresowaną współpracą firmę Zschimmer & Schwarz Mohsdorf GmbH & Co KG, Burgstädt (Niemcy), europejskiego producenta związków fosfonowych

  14. Lipok J., Studnik H., Gruyaert S. Ecotoxicol. Environ. Saf. 2010, 73, 1681–1688

  15. Forlani G., Pavan M., Gramek M., Kafarski P., Lipok J. Plant. Cell. Physiol. 2008, 49 (3):443-456

  16. Lipok J.,Owsiak T., Młynarz P., Forlani G., Kafarski P. Enzyme. Microb. Tech. 2007, 41, 286–291

  17. Forlani G., Prearo V., Wieczorek D., Lipok J. Enzyme. Microb. Tech. 2011, 48, 299-305rski W. Tablice chemiczne, Adamantan, 2008, 5, 130

  18. Matys S.V., Kuzmina N.M., Laurinavichius K.S., Nesmeyanova N.A. Proc. Biochem. 2004, 39,1063-1071

  19. Hendlin, D., Stapley, E. O., Jackson, M., Wallick, H., Miller, A. K., Wolf, F. J., Miller, T. W., Chaiet, L., Kanan, F. M., Foltz, E. L., Woodruff, H. B., Mata, J., Hernandez, S., and Mochales S., Science 1969, 166, 122-123

  20. Fredenhagen A., Angst C., Peter H. H. J. Antibiot. (Tokyo) 1995, 48, 1043-1045

  21. Fields S.C. Tetrahedron 1999, 55, 12237–1227

  22. Horiguchi M., Kandatsu M. Nature 1959, 184, 901-902

  23. Hard K., Van Doorn J. M., Thomas- Oates J.E, Kamerling J.P., Van der Horst D.J. Biochemistry 1993, 32, 766-775

  24. Kittredge J. S., Roberts E. Science 1969, 164, 37-42

  25. Wassef M. K., Hendrix J.W. Biochim. Biophys. Acta, 1976, 486, 172-178

  26. Hasegawa S., Tamari M., Kametaka M. J. Biochem. 1976, 80, 531-535

  27. Moller S., Pfikler S.,Einax J.W. Microbiochem. J. 2010, 96, 296-300

  28. Klimek M., Obojska A., Lejczak B. Biotechnologia 2004, 1(64), 68-84

  29. Kononova S.V., Nesmeyanova N.A. Biochemistry 2002, 67, No.2, 184-195

  30. Obojska A., Lejczak B. App. Microbiol. Biotech. 2003, 63, 557-563

  31. Bujacz B., Wieczorek P., Krzyśko-Lupicka T., Gołąb Z., Lejczak B., Kafarski P. App. Environ. Microbiol.1995, 61, 2905- 2910

  32. Dane przekazane przez zainteresowaną współpracą firmę Zschimmer & Schwarz Mohsdorf GmbH & Co KG, Burgstädt (Niemcy), europejskiego producenta związków fosfonowych

  33. Lipok J., Studnik H., Gruyaert S. Ecotoxicol. Environ. Saf. 2010, 73, 1681–1688

  34. Forlani G., Pavan M., Gramek M., Kafarski P., Lipok J. Plant. Cell. Physiol. 2008, 49 (3):443-456

  35. Lipok J.,Owsiak T., Młynarz P., Forlani G., Kafarski P. Enzyme. Microb. Tech. 2007, 41, 286–291

  36. Forlani G., Prearo V., Wieczorek D., Lipok J. Enzyme. Microb. Tech. 2011, 48, 299-305




dol